Introduction :

La drépanocytose (SCD : Sickle Cell Disease) est une hémoglobinopathie génétique héréditaire fréquente causée par une mutation ponctuelle dans le gène de la β-globine (HBB) qui affecte des millions de personnes dans le monde. Cette mutation entraîne la production d’une hémoglobine anormale appelée hémoglobine S (HbS) qui se polymérise sous des conditions hypoxiques ou acides, entraînant la formation de globules rouges déformés et rigides avec une durée de vie réduite. Ce phénomène provoque une hémolyse chronique et une anémie hémolytique. Les patients atteints de SCD éprouvent des douleurs intenses, des dommages aux organes et une mortalité précoce.

Malgré la connaissance de la base génétique de la drépanocytose depuis plus de 60 ans, les options de traitement restent limitées et l’espérance de vie des patients n’a pas augmenté au cours des dernières décennies. La seule thérapie curative pour la SCD est une greffe de cellules souches hématopoïétiques, mais elle n’est généralement disponible que pour environ 15% des patients qui ont un donneur apparenté compatible. La greffe comporte également des complications importantes liés au traitement. Sans modifications aux protocoles thérapeutiques actuels, cette thérapie n’est pas sûre pour une adoption généralisée.

Plusieurs approches utilisant l’édition de gènes CRISPR/Cas9 pour le traitement de la drépanocytose (SCD) ont été suggérés ; en particulier la correction de la mutation de la drépanocytose dans HBB , la production de niveaux suffisants d’HbF pour inverser la falciformation en ciblant les répresseurs de la transcription de HbF, et l’introduction de mutations bénéfiques de HPFH. L’ingénierie des cellules souches hématopoïétiques autologues et des cellules progénitrices (L’ingénierie tissulaire), suivie par la modification génétique et la transplantation des cellules, offre potentiellement un traitement permanent qui peut être appliqué à tous les patients sans avoir besoin de donneurs appropriés et sans risque de complications post greffe.

Généralités : Le système CRISPR/Cas9 :

La thérapie par des modifications génétiques, voire la capacité à réparer précisément et de manière persistante n’importe quelle partie du génome de l’organisme, est depuis longtemps une aspiration pour les chercheurs. Au cours des dernières années, les progrès précipités des outils d’édition du génome ont ouvert de nouvelles perspectives dans le domaine des sciences médicales.

 L’édition génétique, en tant que technique polyvalente pour guérir plusieurs troubles, a fait des avancées considérables, en élargissant la capacité de corriger et de manipuler le génome de la cellule eucaryote. Le système CRISPR/Cas9 (clustered regularly interspaced short-palindromic repeat – protéine associée 9 s’est avérée être une approche innovante puissante qui repose sur des complexes ribonucléoprotéiques (RNP) Cas9/sgRNA pour cibler et contrôler la séquence d’ADN. Cette approche est considérée comme une technologie hautement polyvalente et puissante, à la fois pour la manipulation transcriptionnelle et l’édition de gènes, ainsi que pour les modifications épigénétiques.

La culture cellulaire :

Les Cellules souches hématopoïétiques humaines (CSH) CD34+ peuvent être isolées à partir de plusieurs sources telles que le sang de cordon, la moelle osseuse et le sang périphérique mobilisé. La plupart des études d’édition de génome ont utilisé des (CSH) CD34+ du sang périphérique. Les cellules CD34+ isolées ont été cultivées dans un milieu de pré-stimulation avec des cytokines pendant plusieurs jours avant l’édition de gènes, car la culture post-isolation avec une exposition aux cytokines a montré une augmentation de l’efficacité de l’édition de gènes. Plusieurs stratégies ont été utilisées pour préparer les cellules souches à une édition de gènes efficace et stimuler l’expansion des CSH édités. Les conditions de culture à faible densité cellulaire et l’utilisation d’un agoniste d’auto-renouvellement des cellules souches hématopoïétiques comme UM171 et StemRegenin 1 (SR1) ont été montrées pour stimuler l’expansion des CSH édités tels que mesuré par des niveaux d’implantation plus élevés chez les souris immunodéficientes. Les cellules CD34+ éditées peuvent être cultivées dans un milieu supportant la différenciation érythroïde pour l’analyse de la globine par les cellules et cyrtométrie en flux. L’impact fonctionnel de l’édition de gènes sur l’engagement des cellules souches dans les lignées est évalué à l’aide du test des unités formant les colonies (CFU) en comparant la distribution des CFU entre les témoins édités et non édités.

Mécanisme :

L’hémoglobine fœtale (HbF) est une forme d’hémoglobine produite chez les nourrissons et les fœtus, qui est remplacée par l’hémoglobine adulte après la naissance. Cependant, la réactivation de la production d’HbF chez les adultes atteints de maladies hémoglobinopathies, telles que la thalassémie ou la drépanocytose, pourrait offrir un traitement thérapeutique potentiel. Des études ont montré que la suppression de certains régulateurs et facteurs de transcription spécifiques, tels que BCL11A et KLF1, pourrait entraîner une réactivation de la production d’HbF. De plus, la technologie CRISPR/Cas9 peut être utilisée pour modifier les gènes impliqués dans la suppression de l’HbF, offrant ainsi une approche prometteuse pour le traitement des maladies hémoglobinopathies.

Des études ont comparé l’efficacité de la suppression des gènes BCL11A, KLF1 et HBG1/2 pour réactiver la production d’HbF. Les résultats ont montré que la suppression de BCL11A était la méthode la plus efficace et la plus sûre pour réactiver la production d’HbF chez les patients atteints de maladies hémoglobinopathiques. La suppression de HBG1/2 était également efficace et sûre, offrant ainsi une autre option thérapeutique pour ces patients.

En revanche, la suppression de KLF1 n’était pas une méthode appropriée car elle entraînait une diminution de l’expression génique. Des études ont montré que la suppression de l’élément régulateur érythroïde spécifique de BCL11A était une méthode sûre et efficace pour réactiver la production d’HbF chez les patients atteints de thalassémie et de drépanocytose. Ces études ont montré que la technologie CRISPR/Cas9 est une approche prometteuse pour le traitement des maladies hémoglobinopathies, offrant ainsi un nouvel espoir pour les patients atteints de ces maladies.

Perspectives d’avenir et défis à relever :

Avec l’avancée de la technologie CRISPR/Cas9, la transplantation autologue de cellules souches hématopoïétiques éditées génétiquement pourrait potentiellement offrir une guérison pour la plupart des patients atteints de SCD. Cependant, pour traduire la stratégie de traitement de la SCD basée sur l’édition de gènes en clinique, de nombreux défis existent, notamment la nécessité d’une efficacité élevée d’édition et de faibles effets hors-cible.

Une compréhension quantitative des conséquences génotypiques et phénotypiques d’un ensemble diversifié de mutations dans les cellules CD34+ SCD éditées par CRISPR/Cas9 est essentielle pour des applications cliniques sûres. Le développement de stratégies d’édition qui permettent de hauts rendements de CSH (cellules souches hématopoïétiques) à long terme avec une proportion élevée de cellules éditées après l’implantation reste un défi.

De plus, il existe une connaissance limitée de l’impact de la pathologie de la SCD sur la viabilité et le potentiel d’implantation de ces cellules, en particulier chez les patients exposés à des années d’inflammation chronique liée à la SCD. À ce jour, la plupart des études d’implantation in vivo liées à la SCD sont effectuées avec des cellules dérivées d’individus en bonne santé, limitant notre compréhension des effets de l’inflammation systémique chronique et de l’érythropoïèse inefficace associée aux CSH chez les patients atteints de SCD.

La source de CSH et la pathologie de la SCD des individus, y compris les différences dans les conditions des patients, pourraient avoir un effet significatif sur les résultats d’édition de gènes et le potentiel d’implantation. Les facteurs génétiques et environnementaux pourraient probablement influencer la viabilité et les fonctions de cellules souches en SCD.

Les approches actuelles d’édition de gènes ex vivo ont certaines lacunes tout au long du processus. Seul un faible pourcentage de cellules CD34+ de patients atteints de SCD sont généralement des HSC. La récolte de HSC à partir de la moelle osseuse est invasive. Les patients subissant une chimiothérapie myéloablative subissent également des effets secondaires liés à la chimiothérapie tels que des taux sanguins bas et des infections. La culture in vitro et l’édition génétique des HSC conduisent à une perte de pluripotence et de potentiel d’implantation des HSC. De plus, offrir une guérison basée sur l’édition de gènes ex vivo aux patients peut être prohibitif en raison du coût élevé, qui est motivé par le besoin d’installations hautement spécialisées et de l’expertise technique requise. L’édition de gènes in vivo des HSC peut potentiellement surmonter les limitations de l’édition de gènes ex vivo, car l’administration d’une thérapie in vivo pourrait être peu invasive et rentable, donc plus facilement disponible.

Références :

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